生长激素受体及其基因研究进展

马晓 ，胡毅 ，熊钢 ，2，何湘蓉 ，王晓清

（1.湖南农业大学动物科学技术学院，湖南长沙410128；2.湖南省生物机电职业技术学院动物科技系，湖南长沙410127）

生长激素 (growth hormone，GH)是由脑垂体前叶分泌的一种蛋白质激素，在脊椎动物的生长、发育等代谢过程中有重要作用.GH是生物大分子，不能直接透过细胞膜.GH发挥生理作用主要通过两种途径，一是先作用于肝脏等器官产生胰岛素样生长因子，再通过内分泌、旁分泌或自分泌途径作用于靶器官，二是直接作用于靶器官，从而调节生理代谢.以上两种途径都必须先经过与靶细胞膜表面的生长激素受体 (growth hormone receptor，GHR)结合，聚合体通过细胞质区酪氨酸激酶JAK2以及其他信号分子相互作用完成.

Leung等[1]首先从兔肝细胞提取纯化出GHR.Lee等[2]克隆并对金鱼的GHR进行测序，Calduch-Giner等[3]克隆了大菱鲆的GHR并测全长.目前，人类及其他许多哺乳动物、鸟类和鱼类GHR的cDNA序列已经得到克隆并测序.大量研究结果表明，GHR存在于生物体各组织中.目前，对GHR及其基因对生物体的调控研究主要在哺乳类动物，有关鱼类的研究尚少.

1 生长激素受体结构及传导途径

1.1 生长激素受体结构

GHR属于细胞分裂素/血细胞生成素受体超家族(cytokine/hematopoietin receptor superfamily).人的GHR含有638个氨基酸，在哺乳动物种，生长激素受体含有620个氨基酸，是由膜外区 (extracellular domain，ECD)、 跨膜区 (transmembrane domain，TMD)、 膜内区 (intracellular domain，ICD)组成的单通道受体.GHR细胞外区有5个保守的糖基化位点，在此位点相同残基序列与GH不同的结构特异性结合形成二聚体，开启JAK2-STATs信号转导途径来发挥GH的生理功能.细胞近膜区富含脯氨酸的区域是JAK2激活的重要因子，缺失此区域会致使小鼠出生后生长障碍.已探明的哺乳动物GHR细胞外区有7个半胱氨酸，其中有6个形成二硫键，维持细胞外区段特定空间结构，但在鱼类GHR2中有6个，在Salmonid只有4个半胱氨酸残基.哺乳动物GHR受体只有一种结构，但有证据表明，鱼类的生长激素受体有GHR1和GHR2两种构型.Saera-Vila A首次克隆了真鲷的GHR1和GHR2两种GH受体，目前已在黑鲷[4]、南方鲇[5]、乌颊鱼[6]、比目鱼[7]中分离出由不同结构的GHR1和GHR2.鱼类两种受体在结构上既有共同点又有差异.GHR1与GHR2都有保守的细胞外FGDFSA基序，细胞内的Box1和Box2序列框，但是两者在半胱氨酸数量、细胞内酪氨酸残基数量方面不同.

在草鱼、鲶鱼等多种鱼类中半胱氨酸残基序列仍然未测定.通过晶体学、色谱学及荧光淬灭等手段证明，1个GH结合2个GHR，但在人体中生长激素和受体结合的比率是1∶2和1∶1.

1.2 生长激素受体介导的传导途径

生长激素结合胞膜受体并诱导GHR分子同源二聚化为GH信号转导所必需，进而通过不同途径调节组织生理活动，以下为GHR介导的信号传导途径：

(1)酪氨酸激酶JAK2(Tyrosine kinase JAK2)系统：GH与GHR结合后激活酪氨酸激酶，信号转导开始.JAK2的激活导致了细胞内多种蛋白质磷酸化.GHR与GH形成的二聚体形式为 “GHRGH-GHR”，结合时依赖二价离子的存在可以提高结合力.JAK2通过对信号传递蛋白的激活，继而激活细胞分裂素激活蛋白激酶 (MAPK)，MAPK进入核内，使转录因子磷酸化从而调节基因表达.

(2)蛋白激酶C(protein kinase C，PKC)途径：GH与GHR结合后激活磷脂酶C，通过IP3途径产生二脂酰甘油 (DAG)或者增加Ca2+浓度，继而激活PKC以调节细胞的各种生理活动.

(3)胰岛素受体底物 （insulin receptor substrates，IRS）途径：Argetsinger 等[8]和 Ridderstrale等[9]研究了GH对原代培养的大鼠脂肪细胞、3T3-F442A纤维细胞和CHO细胞的IRS-1酪氨酰磷酸化，在以上细胞种都发现GHR的表达.在胰岛素刺激后，IR-1、IR-2酪氨酸磷酸化为含有SH2的特殊蛋白提供了结合位点.GH也可以通过PI3'激酶调节亚单位与IR-1、IR-2的结合来调节有关代谢活动.

2 生长激素受体基因及其表达

2.1 GHR基因

哺乳动物的GHR基因编码区含有9个外显子 (2~10)，在5′末端非编码区有可替换的非转录外显子，目前已研究了牛GHR基因的1A，1B和1C区[10]，不同启动子调控不同外显子的表达，在肝脏主要是P1启动子调控1A转录.反转录转座子的一个成员LINE-1在牛的1A上游，在山羊中位于GHR基因5′非编码区[11].在鱼类中，GHR有不同的类型，在乌颊鱼、黑鲷、大菱鲆、河魨中GHR的外显子与其他鱼类不同的内含子 (10/10A)，在乌颊鱼和河魨中是非选择性剪切的.此外,大马哈鱼GHR基因有两种形式，这是否意味着其他鱼类有此基因有待深入研究.

目前，已测出全GHR长序列的有，对豚鼠的GHR基因cDNA克隆并测序，表达产物与猪等其他几类动物的GHR比较，发现在氨基酸水平上，豚鼠与已知的鸟类和哺乳动物GHR有70%~80%的同源性.脊椎动物中不同种类的GHR基因同源率比较低，但受体细胞外部分高度保守，这也是鱼类GHR可以识别哺乳动物GH的原因.目前，测出GHR全长序列的鱼类有黑鲷和乌颊鱼，两者的氨基酸同源性为96%，与虹鳟、金鱼和人GHR氨基酸同源性分别为76%、52%、27%，用GHR进行系统进化分析，序列同源性与GH分析的结果是一致的.

近年来，人们对牛、羊、猪、黑鲷等的研究表明GHR基因的许多位点在不同个体、不同生长阶段、不同品种间存在多态性现象.秦巧梅等 [12]对南阳牛、中国西门塔尔牛GHR的第10外显子部分序列进行多态性研究，结果表明这3个品种种存在6种基因型.高雪等[13]研究了南阳牛、鲁西黄牛、GHR基因第8外显子、第9外显子、5′及第3外显子的序列，没有检测到PCR-SSCP多态.赵高锋等[14]研究了136头秦川牛的GHR基因第10外显子，发现了此基因座存在多态现象.

2.2 GHRmRNA表达特点

各组织中GHR的氨基酸序列相同，但是其GHRmRNA有多种类型，不同组织中类型不同或丰富度不同.GHR基因具有组织表达特异性.绵羊的GHRmRNA有GHR-1和GHR-2两种类型，大鼠5′-UTR有5种不同的GHRmRNA，人有8种不同的GHRmRNA.不同物种之间的GHRmRNA的5′-UTR存在同源性.人的V1、小鼠L1、大鼠V2、牛1A、猪1A同源.尽管动物机体组织中都有GHR表达，但是不同组织表达量不同.不同类型的GHRmRNA在不同组织中表达量不同，并且有的是子组织特有的，有的在某种组织中表达量占优势.猪、牛、羊的GHR-1AmRNA只存在于肝脏中，并且1A表达量最高，其次是1B.

GHR在动物体内的表达有发育性变化的特点.在不同生长时期，同种组织的GHRmRNA表达量有明显差异，且具有一定的遗传模式.黄治国等[15]研究发现雄性哈萨克羊和新疆细毛羊肝脏GHRmRNA有发育性变化特点，并且两者模式基本相似.贺淹才等[16]研究发现胸腺的GHRmRNA表达量的变化与IL-2的变化相吻合.隋峰等[17]研究发现肝癌患者种存在GHR的低度表达和IGFⅡR的高度表达.马细兰等[18]研究发现尼罗罗非鱼肝脏中GHR1mRNA表达具有显著的年龄依赖.贾斌等[19]检测到日龄和品种对绵羊皮肤GHR基因的表达有较大影响.

生长激素受体基因在脑、肝脏、肾脏、性腺、肌肉、肠等多种组织中均有表达，但其对动物个体的促生长作用是通过似胰岛素因子 (IGF)完成的，IGF主要产生于肝脏细胞，并且只有接受到生长激素信号才能大量产生，而生长激素的这种信号就是通过肝细胞膜上的生长激素受体来传导.GHR基因在哺乳类及鱼类已进行了大量研究，有了比较一致的结论，即肝脏是GHR基因的主要表达器官.牟艳军等[20]用原位杂交法对GHRmRNA在绵羊皮肤组织切片定位，在毛囊中检测到GHR基因.邓利等[21]向黑鲷腹腔注射促性腺激素释放素，对黑鲷肝脏GHR及其基因表达物明显影响.邓利等[22]建立了定量测定黑鲷生长激素受体mRNA的液相杂交/Rnase保护法，并检测到GHR基因在肝脏中表达量最高.在高渗环境下，肝脏中的GHRmRNA表达增加[23]，以上表明肝脏是GH/GHR轴的中心器官.

2.3 GHRmRNA的表达调节

2.3.1 激素调节

配体可调节自身受体基因表达，组织靶器官上GHR也受到GH的组织特异性调节.体内GH不足会引起GHR基因表达发生变化.Hull[24]等观察到垂体切除后下丘脑GHRmRNA下降20%.同时，用GH处理的正常动物，GHR基因表达发生组织特异性改变.在兔、绵羊、大鼠等动物被切除垂体后，肝脏GH结合位点的数量将会下降，而这种下降可以通过注射GH来恢复.对切除垂体后的大鼠再注射GH时，24 h以内肝脏GH结合位点数量急性下降，当持续用GH处理时又会上升.

除生长激素外，胰岛素、甲状腺激素等激素对GHR基因组织特异性表达有明显的作用.

2.3.2 营养调节

营养水平对动物GHRmRNA的表达也有很大影响，且在某种营养水平条件下，对不同组织的GHRmRNA表达量有不同的影响，甚至是相反的作用.奇景伟等[25]发现不同营养水平条件下，GHRmRNA表达有所不同.在营养限制阶段，营养受阻母羊肝脏的GHRmRNA表达水平较正常组低.日粮中能量水平对GHR基因表达有明显的影响.刘莉等[26]用不中药剂量的日粮饲喂仔猪，发现胸腺及脾脏中GHRmRNA的含量有不同程度的提高.

2.3.3 活性生物物质调节

许多活性物质不仅可以调节动物机体的内分泌激素，同时可以通过调节组织中物质代谢从而间接地调节GHR的基因表达.在注射半胱胺盐酸盐后，绵羊皮肤中GHRmRNA表达量明显升高.李建升等[27]报道了日粮中添加赖氨酸能够提高绵羊GHR基因在背最长肌中的表达量，且不存在剂量依赖性[25].

3 GHRmRNA异常表达对动物组织生理活动的影响

目前，对于GHRmRNA与病体动物组织关系的研究主要集中在人及少部分哺乳类动物.GH与生物体生长、发育等各种代谢活动有关，GH过量或者不足都会引起动物生长障碍，但GH发挥功能需要同GHR结合，因此，GHR的基因表达对动物生长至关重要.大量的研究结果表明，动物的生长速度与GH并不完全一致，与GHR成正相关.GHR基因的多态性和GHR表达量过多或不足都会对脊椎动物产生不利影响.安永等[28]对大鼠手术后体外循环的GH与GHR进行检测，结果GH/GHR轴存在明显下调，并可能加重炎症反应，说明GH/GHR轴是CPB肝脏病理生理改变的重要因素.马细兰等[18]究证实尼罗罗非鱼雄鱼垂体和肝脏中的GHRmRNA德表达量均明显高于雌鱼，表明垂体和肝脏的GHRmRNA表达的雌雄差异是雌雄生长差异的主要原因.

4 结语

生长激素受体及生长激素受体基因在哺乳动物中的研究已经比较深入.随着基因工程技术的发展以及原位杂交、结合分析、RT-PCR、PCR-RFLP、PCR-DGGE、PCR-SSCP、 荧光定量 PCR、CRSPCR等技术的应用，利用基因工程技术改进GHRmRNA序列对鱼类生长有及改良现有生物品种具有重要意义，因此，对于生长激素受体及其基因有待深入研究.

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