复合组织异体移植后功能恢复的研究进展

潘　华　郭树忠

复合组织异体移植（composite tissue allotransplantation，CTA），如手、颜面、喉、腹壁移植等，相对于组织结构相对单一的肾、肝、心、肺等实质性内脏器官移植而言，是指两种或两种以上组织结构的异体移植，包括皮肤、皮下组织、骨、肌肉、神经、血管等组织的部分或全部。实体器官移植常常是为了挽救患者生命，而复合组织移植的目的在于修复患者某个功能部位的缺失，提高患者的生活质量[1-3]。对于整个治疗方案而言，除了免疫抑制治疗之外，复合组织移植术后运动、感觉功能的恢复也是一个重要组成部分，值得关注。本文拟对神经功能恢复的基础研究进行阐述；再以近年来最受关注的手移植、颜面移植为例，对复合组织异体移植后的功能恢复状况进行概括；并对影响术后功能恢复的相关问题进行探讨。

1周围神经损伤的修复过程

周围神经由神经纤维、支持组织及营养血管组成。神经被切断后，大约12h左右轴突发生变性，6～10天后变性的轴突几乎完全被吸收。髓鞘是由Schwann细胞发生的脂肪性膜，神经纤维被切断后髓鞘也随之崩解，大约在8～32天之间，髓鞘最后被分解成为1μm左右的小球形最终分解产物，由Schwann细胞排出，被吞噬细胞吞噬而清除[4]。

此外，神经细胞发生逆行性变性，神经元胞体肿胀,尼氏体消失,细胞核偏移,突触终端减少，其最后归宿不同，有的神经元经过一定时间后又恢复了原来的状态；而有的神经元却趋于缩小、崩解以至于消失的归宿。一般认为变性的过程及严重程度，实验动物的种属和成熟程度，损伤部位与胞体的距离远近，术后存活时间，受损神经元的机能或形态类型等都可以影响神经元染质溶解的程度。

周围神经纤维变性时Schwann细胞的变化与轴突及髓鞘相反，它不但不发生变性、消失，反而走上增殖的道路。到神经纤维被切断4天左右，Schwann细胞分裂增殖，不断增殖的Schwann细胞沿神经纤维的长轴平行地呈带状排列，形成Büngner带，成为再生神经纤维的诱导结构[5]。

如果神经细胞并未发生完全的逆行性变性，在损伤10h之后，其断端开始膨大形成类似胚胎期神经元轴突发生时的生长锥（growth cone）的形态，24h内，由此膨大部位发生多条细的新芽向远侧方伸延，这些新芽通过损伤部位进入业已变性的原来轴突远侧段的遗址。生长锥发出的新芽进入神经膜管后，沿神经内膜的内面（即Büngner带和神经内膜之间），以最快每天4mm的速度生长并向远侧进行。在生长过程中，有的新芽逐渐侵入Schwann细胞质中被Schwann细胞质所包绕，继续生长发音并且移至神经膜管的中心继续伸延，一直生长到原来的靶器官的位置，重新和失去突触前成分的突触后成分结合形成再生的突触而恢复原来的机能。至此完成变性的周围神经纤维的再生过程[6]。理论上，神经修复对合得越准确，长入雪旺氏鞘并到达终末的轴索越多，功能恢复也就越好。

2神经损伤部位的微环境是影响神经修复的重要因素

神经损伤部位的微环境状况是影响神经再生的重要因索之一，重建最佳神经再生微环境，有利于保护受损神经元，促进轴突的有效再生。周围神经微环境中对神经再生起作用的物资可以分为四类：①神经细胞营养因子；②促神经轴突生长因子；③细胞外基质成分，可以构成引导神经组织内细胞成分移行的支架；④其它促神经再生的代谢及因素。

在神经轴突的再生过程中, Schwann细胞分泌多种神经营养因子和细胞外基质,参与构成周围神经再生微环境,影响神经的再生。基础研究已关注到有关成分的作用：层粘连蛋白、纤维连接蛋白、胶原蛋白、Schwann细胞、基膜和促神经生长的多种因子均可促进轴突生长和功能恢复 。神经再生局部微环境的重建，除了直接加人外源性的神经营养因子或细胞外基质外，Schwann细胞及其基膜对轴突再生起重要的诱导作用[7]。

周围神经再生是一个非常复杂的生物学过程。正常时，由于周围神经存在血－神经屏障，能够阻止淋巴细胞和抗体进入神经实质内，曾被认为没有MHC-Ⅱ类抗原的表达与抗原递呈细胞的存在，是免疫豁免区。周围神经损伤后，神经远端发生Waller变性,轴突、髓鞘溃变，巨噬细胞聚集；局部也因血－神经屏障破坏，神经性抗原漏出，刺激免疫细胞产生特异性抗体，进入血液后再作用于神经内细胞，引发一系列免疫学反应。现已发现损伤神经局部可有大量T淋巴细胞浸润，血液中及神经损伤局部均发现神经特异性抗体，如神经节苷脂抗体、抗髓鞘自身抗体；局部MHC-Ⅱ类抗原的表达明显增强、免疫球蛋白Ig-G在神经束膜和内膜上沉积，从而影响神经再生[8]。这种神经损伤触发的免疫反应被认为对神经再生起的是抑制作用。

3复合组织异体移植后功能恢复的报告

目前，复合组织异体移植还处在早期发展阶段，移植后最长随访时间为10年。开展的病例数量也相对较少，目前全世界约为60余例。截至2007年，国际复合组织异体移植专题研讨会已经举行了7届。本文参考已发表的相关文献及研讨会记要，以手移植及颜面移植为例，对复合组织异体移植后功能恢复情况的报告进行概述。

1998年，第一例手移植在法国里昂获得成功，是真正具有现代意义的复合组织异体移植的里程碑。迄今为止，除了在最早开展手移植的法国里昂，美国路易斯维尔之外，在意大利，奥地利，比利时，中国，以及最近在西班牙，一共已经给20名患者进行了27次手移植术。其中13例为单侧手移植，7例为双侧手移植（法国2例，奥地利2例，中国2例以及西班牙1例）。所有的异体手移植均有良好的神经再生，以及运动、感觉功能恢复，其恢复程度评级与自体手断肢再植术后相比大致平行，甚至更好。以法国、美国及中国施行最早的也是报告最为详尽的4例手移植为例，各例均进行了积极的术后功能恢复锻炼，随访8月～20月期间，均统一按Carroll试验评价手及前臂功能，取得了中等至优异的结果。4例异体手移植术后神经再生迅速。法国病例术后100天Tinel征显示正中神经生长21cm、尺神经生长20cm；术后12月能完成手握持功能[9]。美国病例术后3个月正中神经再生15cm，6月达30cm，术后12个月能完成手握持、掷棒球、穿衣、系鞋带、翻书、翻报纸、写字等功能，术后12月肌电图检查显示手内在肌已有神经再支配[10]。中国2例病例7周手掌皮肤活检时恢复痛觉；术后3个月正中神经与尺神经再生已达手指近侧指间关节，再生距离均在20cm以上；4月手指末节已恢复痛、温觉；肌电图示大、小鱼际肌再生电位，手掌部可引出感觉诱发电位。术后4～6月2例病人不仅能用移植手握持物品，完成持杯饮水、提持10kg重物、打球、下棋、写字、穿衣等，还先后出现拇指外展对掌、小指外展及手指分开并拢等动作；术后7～8月可捏持钢珠等细小物品，提示手内在肌(大、小鱼际肌、骨间肌)及手部精细感觉恢复良好[11-12]。与会代表认为以上4例神经再生速度与质量均快于或优于同平面的断肢再植(异体手移植神经再生速度均超过2mm/天，中国2例达2.1～2.2mm/天，快于一般神经修复后的lmm/day) [13-15]。

在颜面复合组织异体移植方面，目前世界共报道了3例成功的手术（法国2例，中国1例）。2005年11月27日在法国里昂Edouard Herriott医院，由Jean Michel Dubernard教授带领的小组成功地为一名38岁的女性患者进行世界首例换脸手术，参考目前的最新有关文献[16-17]，随访18个月以来，患者的感觉、运动功能均得到良好恢复。其触觉辨别能力恢复相对较快，在术后10周，其单侧上唇，单侧面颊部以及双侧的下唇都已经产生了触觉辨别能力。整个移植组织的皮肤及黏膜的触觉辨别能力在18个月内逐步得到了恢复。温度觉在4个月时得到基本恢复，6个月时整个移植组织的温度觉恢复了正常。移植组织的运动功能恢复相对较慢，患者在术后12周后上唇运动功能开始恢复，在术后第4个月内下唇的运动功能恢复进展迅速。双唇的闭合功能在术后的第3个月开始恢复，并可准确拼读字母“P”及“B”；在术后12月时可以毫无障碍的喝水及咀嚼。颊部肌肉的收缩功能在12月时开始建立，在第14个月，微笑时双侧接近对称，第18个月时完全对称。而这些面部运动功能的恢复后，其表情与内心情绪的改变是完全符合的。

在复合组织异体移植的其他领域，法国慕尼黑大学创伤中心1996年以来开展了4例吻合血管的异体膝关节移植临床病例[18]。其手术指征：45岁以下病人，膝关节外伤性完全破坏或长段骨缺损，伴伸膝装置缺失。术后1年随访4例中3例移植关节成活，骨连接处骨愈合，关节屈伸达120°，可负重行走，无疼痛，其中1例曾出现排斥反应，加用激素后(可的松250mg，3天)缓解。另外1例因感染致移植关节破坏而失败。美国俄亥俄州Cleveland医院Strome M教授报道了于1997年底进行的世界第1例吻合血管、神经的异体喉移植，术中吻合甲状腺上动脉一颈总动脉、甲状腺上静脉一颈外静脉、喉上神经、喉返神经，至2005年术后随访无免疫排斥反应发生，患者发声良好[19-20]。

4免疫抑制剂与神经再生的关系

复合组织异体移植中，损伤部位存在不同程度的排斥反应，在这种情况下，如何营造神经损伤部位良好的微环境以促进神经再生，仍是一个难题[12]。

周围神经异体移植实验中，应用环孢素A（CsA）或FK506等免疫抑制剂能有效抑制免疫排斥反应，神经再生良好，功能恢复接近或优于同系神经移植组[21-22]。Song等人[23]以大鼠后肢同种异体移植为动物模型，以FK506作为唯一免疫抑制剂，对移植后的大鼠后肢进行了长达1年时间的连续性周密观查，以皮肤反应实验，足迹分析以及电生理学检测等各项指标对大鼠后肢感觉及运动功能的恢复进行了评价，并以神经示踪结合免疫组化及原位杂交观察神经再生，其各项实验数据可以作为相关研究的一个很好的参考标准。裴国献等[12]在2例异体手移植临床研究发现异体手移植免疫抑制状态下神经再生迅速，速度均超过2mm/天，快于同平面的自体断肢再植或自体神经损伤修复后的1mm/天，在较短时间内恢复手部感觉与手内在肌神经在支配。初步证实抑制免疫反应有利于神经再生，认为机理可能在于正常人体周围神经损伤将诱发免疫反应而干扰神经再生，异体手移植时FK506等药物的免疫抑制作用则可避免此影响，加速移植手的神经再生。免疫抑制状态下的神经再生问题，是同种异体移植中都会遇到的问题，十分值得探讨。

此外，研究发现FK506除了有免疫抑制作用外，还有潜在、独立的神经营养作用[24-25]，可以促进神经再生，利于功能恢复。这也是异体手移植临床研究的新发现，对临床周围神经损伤修复有重要意义。而到目前为止，雷帕霉素是否具有神经再生作用还有争议。Parker等[26]发现，在低浓度的神经生长因子存在的情况下，雷帕霉素能显著增加大鼠肾上腺嗜铬细胞瘤克隆化细胞株(PC12细胞)的轴突生长晕。有研究表明：雷帕霉素能使培养的DA细胞轴突产生分支[27]。在体内的神经移植研究中，雷帕霉素也显示了较强的促神经再生作用[28]。雷帕霉素可以阻止舞蹈病动物模型的神经退变。但是另一些人研究发现：在大脑病灶模型中，雷帕霉素没有表现出神经营养和保护作用[29]。Kawamata等[30]发现，雷帕霉素强烈抑制NGF介导的细胞的生长能力。Lautermilch等[31]的实验发现，在培养的蛙类脊神经元，雷帕霉素未能促进轴突延伸。甚至有研究发现雷帕霉素在体外还阻止雪旺细胞的增殖[32]。这些结果矛盾的研究使得雷帕霉素的促神经再生作用仍然没有得到共识，并促使对雷帕霉素的研究成为热点。

5康复医学在移植组织功能恢复训练中的重要意义

复合组织异体移植不仅要使移植组织成活，还必须最大限度地恢复其功能和外观。相关的康复治疗相当重要，应引起足够的重视。必须建立一个整体的、系列的、全程复合组织异体移植的康复观念。手术治疗前的残肢肌肉训练亦应纳入康复护理的范畴，并与术中微创操作、术后不同时期的积极功能锻炼一起形成一个完整的、紧密衔接的康复链[13]。

复合组织异体移植患者的心理与其他内脏器官移植患者的心理有所不同。在异体手移植中，当患者看到一双陌生的手连接在自己的肢体上，并在看得见的情况下，活动、运用该肢体而发挥其功能，其心理变化是复杂的。患者由渴望移植一只手到愿望实现，对该手由陌生、拒绝到熟悉、视为自体的一部分，移植手由无功能到有功能，需要一个过程，只有经过良好的心理康复指导和心理干预，患者才能完全接受它、爱护它、听从医生的指示进行功能锻炼，取得良好的功能恢复。在面部复合组织同种异体移植中，心理康复显得尤为重要[17]。

复合组织异体移植的功能康复是一个长期的系统工程，患者虽然在住院期间受到了系统的治疗和康复护理，但尚需在家庭和社会进行系统的后期康复治疗，因此，应对家属进行必要的功能康复训练指导，使患者继续得到正规、连续的功能康复训练。另外，社会应正确对待移植患者，多给他们一些机会去从事他们力所能及的工作，使他们在生理功能得到健全后，社会角色也能进一步得到完善。

6结束语

复合组织同种异体移植应用于整形重建外科临床治疗，开辟了整形外科的新的治疗领域，一直是世界各国外科医生的多年探索的课题。其关键不仅要解决免疫排斥反应问题以保证移植组织的存活，而且还要有良好的神经再生，从而使移植组织恢复功能。随着复合组织移植免疫学研究的发展，各类新型免疫抑制剂不断涌现，移植免疫耐受研究也获得初步成功，移植术后的免疫抑制治疗将会不断规范化，从而使移植物的急性免疫排斥问题得到解决。在这种情况下，移植组织的功能恢复问题以及远期存活质量问题，将逐步成为这个领域的研究热点。总之，随着复合组织异体移植的不断成功开展，如何在移植术后最短的时间内使复合组织的功能得到最好的恢复，提高移植组织存活质量，从而最终完美实现修复重建的目的，已经成为复合组织异体移植技术发展水平的重要评价标准。

[参考文献]

[1]Pan H, Wang L, Zhang X, et al. Rapamycin,mycophenolate mofetil, methylprednisolone,and cytotoxic T-lymphocyte-associated antigen 4 immunoglobulin-based conditioning regimen to induce partial tolerance to hind limb allografts without cytoreductive conditioning[J]. Transplant Proc,2008, 40(5):1714-1721.

[2]Ravindra KV, Wu S, Bozulic L, et al. Composite tissue transplantation: a rapidly advancing field[J].Transplant Proc,2008, 40(5):1237-1248.

[3]Pomahac B, Aflaki P, Chandraker A, et al. Facial transplantation and immunosuppressed patients: a new frontier in reconstructive surgery[J]. Transplantation,2008, 85(12):1693-1697.

[4]Abrahamsen B, Zhao J, Asante CO, et al. The cell and molecular basis of mechanical, cold, and inflammatory pain[J]. Science, 2008, 321(5889):702-705.

[5]Burnett MG, Zager EL. Pathophysiology of peripheral nerve injury: a brief review[J]. Neurosurg Focus, 2004 May, 16(5):1-7.

[6]Brenner MJ, Moradzadeh A, Myckatyn TM, et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration[J]. Microsurgery, 2008, 28(4):265-272.

[7]Myckatyn TM, Mackinnon SE. A review of research endeavors to optimize peripheral nerve reconstruction[J]. Neurol Res,2004, 26(2):124-138,Review.

[8]Brenner MJ, Tung TH, Mackinnon SE, et al. Anti-CD40 ligand monoclonal antibody induces a permissive state, but not tolerance, for murine peripheral nerve allografts[J]. Exp Neurol, 2004, 186(1):59-69.

[9]Dubernard JM, Owen E, Herzberg G, et al. Human hand allograft: report on first 6 months[J]. Lancet 1999,353: 1315-1320.

[10]Jones JW, Gruber SA, Barker JH, et al. Successful hand transplantation. One-year follow-up. Louisville Hand Transplant Team[J]. N Engl J Med,2000,343(1): 468-473.

[11]顾立强，裴国献. 第2届国际复合组织异体移植专题研讨会纪要[J]. 中国创伤骨科杂志, 2000, 2(2)：142-145

[12]顾立强，裴国献,陈国奋，等.异体手移植的神经再生问题探讨[J].中华创伤骨科杂志,2000, 2(2)：127-129

[13]Francois CG, Breidenbach WC, Maldonado C, et al. Hand transplantation: comparisons and observations of the first four clinical cases[J]. Microsurgery ,2000, 20(8): 360-371.

[14]Kanitakis J, Jullien D, Petruzzo P, et al. Clinicopathologic features of graft rejection of the first human hand allograft[J]. Transplantation,2003, 76(4):688-693.

[15]Lanzetta M, Petruzzo P, Margreiter R, et al. The international registry on hand and composite tissue transplantation. Transplantation 2005 May, 79(9): 1210-1214.

[16]Devauchelle B, Badet L, Lengelé B, et al. First human face allograft: early report[J]. Lancet,2006, 368(9531):203-209.

[17]Dubernard JM, Lengelé B, Morelon E, et al. Outcomes 18 months after the first human partial face transplantation[J]. N Engl J Med,2007, 357(24):2451-2460.

[18]Tobin GR, Breidenbach WC, III, Pidwell DJ, et al. Transplantation of the hand face, and composite structures: evolution and current status[J]. Clin Plast Surg, 2007,34:271-279.

[19]Strome M, Stein J, Esclamado R, et al. Laryngeal transplantation and 40-month follow-up[J]. N Engl J Med, 2001, 344:1676-1685.

[20]Birchall MA, Lorenz RR, Berke GS, et al: Laryngeal transplantation in 2005: a review[J]. Am J Transplant, 2006, 6: 20-27.

[21]Midha R, Mackinon SE ,Evans PJ. Comparison of regeneration across nerve allogratfs with temporary or continuous cyclosporine A immunosuppression[J]. J Neurosurg, 1993, 78:90-100.

[22]Buttemeyer R, Rao UN, Jones NF. Peripheral nerve allograft transplantation with FK506:functional,histological,and immunological results before and after discontinuation of immunosuppression[J]. Ann Plast Surg, 1995,35:396-401.

[23]Song, Muramatsu, Kurokawa. Functional Recovery of Rat Hind-Limb Allografts[J]. J Reconstr Microsurg,2005, 21(7): 471-476.

[24]Gold BG, Densmore V, Shou W, et al. Immunophilin Fk506-binding protein 52 (not FK506-binding protein 12) mediates the neurotrophic action of FK506[J]. J Pharmacol Exp Therap,1999,289,1202-1210.

[25]Birge RB, Wadsworth S, Akakura R, et al. A role for Schwann cells in the neuroregenerative effects of a non-immunosuppressive FK506 derivative, JNJ460[J]. Neuroscience,2004,124:351-366.

[26]Udina E, Voda J, Gold BG, et al. Comparative dose-dependence study of FK506 on transected mouse sciatic nerve repaired by allograft or xenograft[J]. J Periph Nerv Syst,2003,8:145-154.

[27]Parker EM，Monopoli A，Ongini E，et a1．Rapamyein，but not FK506 and GPI-1046，increases neurite outgrowth in PC12 ceils by inhibiting cell cycle progression[J]. Nettropharmaeology, 2000，39(10): 1913-1919.

[28]Costantini LC, lsacson O. Immunophilin ligands and GDNF enhance neurite branching or elongation from developing dopamine neurons in euhnre[J]. Exp Neurol, 2000,164：60-70．

[29]Myekatyn TM,Elfis RA,Grand AG,et a1．The efects of rapamyein in murine peripheral nerve isografts and allografts[J]. Plast Reconstr Surg, 2002, 109(7): 2405-2417.

[30]Sharkey J,Jones PA,MeCarterJF,et a1.Calcineurininhibitors as neum-protectants：focus of taemlimus and eyelosporin[J]．CNS Drugs, 2000, 13(1):1-13．

[31]Kawam ata T,Yamaguehi T,Shinya K,et a1.Divergence in signaling pathways involved in promotion of cell viability mediated by bFGF[J]．Neurochem Res, 2003, 228(8): 1221-1225．

[32]Lautermileh NJ,Spitzer NC.Regulation of ealeineurin by growth cone calcium waves controls neurite extension[J]. J Neurosci, 2000,20: 315-322.

[收稿日期]2008-10-12[修回日期]2008-12-15

编辑/张惠娟